ZEISS Lattice Lightsheet 7

Volumetrische Langzeitaufnahmen lebender Zellen

ZEISS Lattice Lightsheet 7 stellt die Lichtblatt-Fluoreszenzmikroskopie für das Live Cell Imaging mit subzellulärer Auflösung zur Verfügung. Dabei können Sie weiterhin Ihre Standard-Objektträger verwenden. Mit diesem automatisierten, bedienfreundlichen System wird die volumetrische Abbildung von subzellulären Strukturen und Dynamiken über Stunden und Tage bei optimalem Schutz vor Photodamage-Effekten für jeden verfügbar. Entdecken Sie die Dynamik des Lebens in noch nie dagewesener Detailtiefe und mit einer Leichtigkeit, die Sie nie für möglich gehalten hätten!

ZEISS Lattice Lightsheet 7

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Erfahren Sie mehr über das Gitterlichtblatt-Prinzip und seine Vorteile für das 3D-Imaging subzellulärer Dynamiken, gewinnen Sie Einblicke in den Entwicklungsprozess der Technik, erhalten Sie eine Einführung in das ZEISS Lattice Lightsheet 7 und seine Funktionen und erfahren Sie mehr über die ersten Kundenerfahrungen und Anwendungen.

 

Die subzelluläre Dynamik des Lebens entdecken

 
  • Überraschend einfacher Zugriff
    Untersuchen Sie lebende Proben direkt auf Ihren Standard-Objektträgern
  • So gut wie keine Photodamage-Effekte
    Beobachten Sie die subzelluläre Dynamik des Lebens über Stunden und sogar Tage
  • Nahezu isotrope Auflösung
    Stellen Sie dreidimensionale Details in ihren wahren Maßstäben dar
  • Volumetrisches Imaging bei hoher Geschwindigkeit
    Lassen Sie sich auf Ihrem Deckglas kein interessantes Ereignis mehr entgehen
  • Selbstausrichtendes System
    Richten Sie Ihre volle Aufmerksamkeit auf Ihre Experimente

Gitterlichtblatt-Technologie ist jetzt zugänglich für jeden

 

Das schonende Lichtblatt-Imaging bei hoher Auflösung kann für die Untersuchung subzellulärer Prozesse ist von größter Bedeutung. Mit dem Lattice Lightsheet 7 ermöglicht ZEISS den überraschend einfachen Zugang zu den Vorteilen der fortschrittlichen Technologie. Sie können lebende Proben direkt auf den Standard-Objektträgern untersuchen, die Sie bereits für die konfokale Mikroskopie verwenden, ohne Ihre gewohnte Probenvorbereitung anpassen zu müssen. Komplexe Ausrichtungen werden in diesem System automatisch durchgeführt, damit Sie Ihre volle Aufmerksamkeit auf Ihre Experimente richten können.

 
 

So gut wie keine Phototoxizität oder Photobleaching

 

Sie wollen die Dynamik des Lebens in subzellulärer Auflösung beobachten und untersuchen, wie sich feinste Strukturen im Laufe der Zeit verändern. Ihre bildgebenden Systeme stoßen jedoch schnell an ihre Grenzen, weil sie zu invasiv sind und das, was Sie beobachten, zerstören. Stattdessen passt sich das gitterstrukturierte Licht des ZEISS Lattice Lightsheet 7 automatisch an Ihre empfindlichen Proben an. Dadurch werden Photobleaching und Phototoxizität massiv reduziert und Ihre Experimente können über Stunden und sogar Tage fortgesetzt werden. Die kontrollierte Inkubationsumgebung und ein integrierter Autoimmersionsmechanismus machen unbeaufsichtigte Langzeitexperimente möglich.

Video: LLC-PK1-Zelle bei der Mitose. Die Zellen exprimieren H2B-mCherry (cyan) und α-Tubulin-mEGFP (magenta) und wurden über einen Zeitraum von 25 Stunden aufgezeichnet.

Volumetrisches Imaging bei hoher Geschwindigkeit

 

Durch die extrem schnelle Bildaufnahme des ZEISS Lattice Lightsheet 7 können bis zu drei Volumenscans pro Sekunde aufgenommen werden. Dank dynamischem Imaging von vollen Probenvolumina mit dieser hohen zeitlichen Auflösung verpassen Sie kein interessantes Ereignis mehr auf Ihrem Deckglas. Die nahezu isotrope Auflösung entlang der X-, Y- und Z-Achse liefert Ihnen ein dreidimensionales Bild Ihrer Probe, das strukturelle Details in ihren wahren Proportionen wiedergibt. Eine praktisch gleichzeitige Abbildung mit bis zu drei Farben bei minimiertem Farbübersprechen wird durch die schnelle Laserumschaltung ermöglicht.

Video: COS-7-Zellen, transient transfiziert mit mEmerald-Calnexin und EB3-tdTomato. EB3 markiert die wachsenden Enden der Mikrotubuli und ist für die Regulation der Mikrotubuli-Dynamik erforderlich. Calnexin ist ein Protein des ER, in dem die Proteine synthetisiert werden. Die Zellen wurden 1,5 Stunden lang alle 80 Sekunden abgebildet. Abgebildetes Volumen: 175 × 120 × 70 μm³.

 

Die Technologie dahinter

Das Prinzip der Gitterlichtblatt-Fluoreszenzmikroskopie

Die Lichtblatt-Fluoreszenzmikroskopie (auch Gaußsche Lichtblattmikroskopie genannt) ist allgemein für schonende Imaging-Bedingungen bei hervorragender Imaging-Geschwindigkeit bekannt. Das bahnbrechende Konzept der Entkopplung von Anregung und Detektion ermöglicht es, nur den Teil der Probe zu beleuchten, der sich in der Brennebene des Detektionsobjektivs befindet. Wenn Sie das Blatt in Bezug auf die Probe bewegen und ein Bild pro Fokusebene aufnehmen, können Sie volumetrische Daten erfassen, ohne die unscharfen Probenbereiche zu belichten.

Prinzip der Lichtblattmikroskopie
Bei der konventionellen (Gaußschen) Lichtblattmikroskopie werden Fluoreszenzanregung und -detektion in zwei getrennte Lichtwege geteilt, wodurch ein inhärenter optischer Schnitt erzeugt werden kann, indem Fluoreszenz nur in der im Fokus befindlichen Ebene angeregt wird.

Die Gitterlichtblattmikroskopie vereint die Vorteile der Lichtblattmikroskopie mit einer nahezu isotropen Auflösung im konfokalen Bereich. Die fortschrittliche Strahlformungstechnologie erzeugt gitterförmige Lichtblätter, die deutlich dünner sind als standardmäßige Gaußsche Lichtblätter und somit eine höhere Auflösung bei vergleichbarer Imaging-Geschwindigkeit bieten. Die Gitterstruktur des Lichtblatts wird mit einem räumlichen Lichtmodulator (Spatial Light Modulator, SLM) erzeugt. Die Scanner rastern die Gitterstruktur über Dithering-Verfahren zu einem glatten Lichtblatt, welches dann auf die Probe projiziert wird.

Prinzip der Gitterlichtblatt-Fluoreszenzmikroskopie
Die Gitterlichtblattmikroskopie überwindet die Grenzen der Gauß-Strahlen (begrenzte optische Schnittmethode, begrenztes Sehfeld) und Bessel-Strahlen (starke Ringe, Anregung von unscharfer Fluoreszenz), indem lange und dünne Lichtblätter erzeugt werden, um eine subzelluläre Auflösung zu erreichen.

Die Implementierung der Gitterlichtblatt-Fluoreszenzmikroskopie durch ZEISS

Bei der Entwicklung des Lattice Lightsheet 7 hat ZEISS besonderes Augenmerk auf die Benutzerfreundlichkeit und die Kompatibilität mit gängigen Techniken der Probenvorbereitung gelegt. Eine inverse Konfiguration ist die wichtigste Voraussetzung, um die Verwendung von Standard-Objektträgern für die hochauflösende Mikroskopie zu ermöglichen. Die Herausforderungen, die sich aus einer inversen Konfiguration ergeben, sind hauptsächlich die Abweichungen im Brechungsindex: Weil die Fluoreszenz von der Probe emittiert wird, durchläuft sie wässrige Zellkulturmedien, ein gekipptes Deckglas und eine Wasserimmersion, bevor sie das Detektionsobjektiv erreicht.

Unerreichte ZEISS Optiken

Spezielle proprietäre optische Elemente von ZEISS im Detektionsstrahlengang kompensieren Abweichungen des Brechungsindexes und ermöglichen es Ihnen, Proben so einfach und schnell wie mit einem konfokalen Mikroskop abzubilden.

Optik des ZEISS Lattice Lightsheet 7
Schematische Darstellung des Objektträgers und des Kernoptikmoduls mit Anregungsobjektiv (1), Meniskuslinse (2) und Detektionsobjektiv mit Freiformoptik (3). Die Beispiele zeigen die Abbildung ohne (A) und mit Korrektur der Änderungen des Brechungsindexes (B).

Produktmerkmale

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Inkubationskammer
Inkubationskammer mit einer standardmäßigen 35-mm-Schale.

Verwendung von Standard-Objektträgern

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Inkubationskammer
Inkubationskammer mit einer standardmäßigen 35-mm-Schale.

Ohne Ihre gewohnte Probenvorbereitung anpassen zu müssen, können Sie lebende Proben direkt auf den Objektträgern untersuchen, die Sie bereits für die konfokale Mikroskopie verwenden. ZEISS Lattice Lightsheet 7 kann mit allen Standard-Objektträgern mit einem Deckglas der Stärke 1,5 für den Boden verwendet werden:

  • Objektträger
  • 35-mm-Schalen
  • Kammerobjektträger
  • Multiwellplatten
ZEISS Lattice Lightsheet 7 – LED Illumination
Eine schonende Transmissionsbeleuchtung sorgt dafür, dass Ihre Probe schnell gefunden wird.

Schnelle und schonende Probenfindung

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – LED Illumination
Eine schonende Transmissionsbeleuchtung sorgt dafür, dass Ihre Probe schnell gefunden wird.

Mit den integrierten Transmissions-LEDs und der Schräglagenerkennung, die einen DIC-ähnlichen Kontrast bieten, können Sie Ihre Probe leicht lokalisieren. Für eine schonendere Beleuchtung kann bei Bedarf von weißen zu roten Transmissions-LEDs gewechselt werden. Und bei Langzeitbeobachtungen können Sie eine Durchlichtbeleuchtungseinheit einschalten.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – 5-Achsen-Tisch
Der 5-Achsen-Tisch kombiniert höchste Präzision und Geschwindigkeit mit einem großen Verfahrbereich für das Imaging von Multiwellplatten.

Automatische Probennivellierung

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – 5-Achsen-Tisch
Ein 5-Achsen-Tisch kombiniert höchste Präzision und Geschwindigkeit mit einem großen Verfahrbereich für das Imaging von Multiwellplatten.

Der speziell für dieses System entwickelte, einzigartige 5-Achsen-Tisch ermöglicht nicht nur die Bewegung entlang der X-, Y- und Z-Achse, sondern auch die Kippung in X und Y mit höchster Präzision. Dadurch werden selbst kleinste Abweichungen der Trägerabmessungen oder der Probenposition ausgeglichen. Die Nivellierung Ihrer Probe erfolgt automatisch, was Sie von mühsamen manuellen Verfahren entlastet.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Strahlengang
Schematische Darstellung des ZEISS Lattice Lightsheet 7-Strahlengangs (zum Vergrößern anklicken).

Automatische Ausrichtung aller optischen Elemente

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Strahlengang
Schematische Darstellung des ZEISS Lattice Lightsheet 7-Strahlengangs (zum Vergrößern anklicken).

Um ideale Imaging-Ergebnisse zu erzielen, muss das Gitterlichtblatt an jede Probe angepasst werden. Deshalb hat ZEISS eine automatische Ausrichtung aller optischen Elemente implementiert, wodurch zeitaufwändige manuelle Einstellungen entfallen. Das innovative Design des Anregungsstrahlengangs ermöglicht einen schnellen Wechsel der Laserlinien, ohne dass dies eine Umprogrammierung des SLM erforderlich macht. Dadurch wird die nahezu gleichzeitige Erfassung von mehrkanaligen Datensätzen ermöglicht, sodass Ihnen keine Ereignisse in Ihrer Probe entgehen.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Autoimmersion
Ausrüstung für die Autoimmersion mit ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Unbeaufsichtigte Langzeitexperimente

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Autoimmersion
Ausrüstung für die Autoimmersion mit ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Inkubation

Ein integriertes Inkubationssystem sorgt für Langzeitstabilität bei sich verändernden Umgebungsbedingungen. Das Mikroskop steuert und überwacht die Temperatur, CO2- und O-2- Werte und Luftfeuchtigkeit automatisch, um die Integrität Ihrer Probe während der Experimente aufrechtzuerhalten. Der Deckel mit Glasfenster ermöglicht einen schnellen und einfachen Zugriff auf die Probe, damit sie während eines Versuchdurchlaufs leichter überprüft werden kann.

Autoimmersion

Das System wird angesaugt, um Luft abzulassen. Anschließend wird automatisch eine auf die Bedürfnisse Ihrer Experimente abgestimmte Menge an Immersionsmedien freigegeben. Das Nachfüllen der Immersionsmedien ist softwaregesteuert, sodass Sie sich keine Sorgen machen müssen, dass die Bildaufnahme gestört wird. Das Reservoir ist vor Beleuchtung geschützt, um ein Bakterienwachstum zu vermindern. Die Objektive sind von der Immersionseinspeisung abgeschirmt, daher bleiben sie trocken, auch wenn ein Überschuss an Immersionsmedien aufgebracht wird.


Typische Anwendungen

Typische Anwendung Typische Proben Aufgaben

Live Cell Imaging

  • Adhärente Zellen
  • Suspensionszellen
  • Volumetrisches Imaging subzellulärer Prozesse mit hoher Geschwindigkeit: Organellenmorphologie und -dynamik, Organellen-Organellen-Interaktionen, Vesikel-Trafficking
  • Volumetrisches Imaging der Membrandynamik
  • Volumetrisches Imaging von Immunzellen wie T-Zell-Mobilität und -Aktivierung
  • Schonendes Imaging von lebenden Zellen über Stunden bis Tage mit minimaler Phototoxizität und Photobleaching
  • Assays zur Zellproliferation und Apoptose

3D-Zellkultur

  • Sphäroide
  • Organoide
  • Zysten
  • Zellen im Hydrogel
  • Live-Imaging von Sphäroiden oder Organoiden mit Durchmessern bis zu 200 μm
  • Organoide Selbstorganisation
  • Zellmigration und Proliferation in Organoiden
  • Imaging von Zell-Zell-Interaktionen, 3D-Organisation, Migration und Morphologie
  • In-vitro-Imaging neuronaler Aktivität

Kleine, sich entwickelnde Organismen

  • Zebrafisch-Embryonen
  • C. elegans-Embryonen
  • Drosophila-Embryonen
  • Auflösung von Strukturdetails in 3D mit nahezu isotroper Auflösung
  • Schnelles Imaging der zellulären und subzellulären Dynamik in Embryonen und kleinen Organismen mit einem Durchmesser von bis zu 100 μm
  • Zellmigration, Zell-Zell-Interaktion, Zellzyklus, Vesikel-Trafficking

Eizellen

  • Live-Imaging von ganzen Eizellen in 3D in subzellulärer Detailtiefe

Expandierte Proben

  • Mit Gel auf Wasserbasis expandierte Proben

Lattice Lightsheet 7 in der Anwendung

Lamin-B1 im Einsatz

 

Lamin-B1 lokalisiert sich an der Kernhülle und ist am Abbau und der Neubildung der Kernhülle während der Mitose beteiligt. Während mitotischer Ereignisse in unterschiedlichen Stadien des Zellzyklus wurde bei vielen verschiedenen Zelltypen häufig die Bildung von sogenannten „Kerninvaginationen“ festgestellt. Kerninvaginationen können sich als röhrenförmige Strukturen manifestieren, die von der Kernhülle ausgehen und den Zellkern durchqueren. Obwohl über diese einzigartigen Strukturen schon häufig berichtet wurde, wurden die meisten Untersuchungen bisher mit fixierten Zellen durchgeführt. Trotz zahlreicher Hypothesen ist die Funktion dieser Strukturen folglich weitgehend unbekannt.

Dieser Datensatz wurde mit einer Zelllinie des Allen Institute for Cell Science in Seattle aufgezeichnet: menschliche induzierte pluripotente Stammzellen, die endogen mEGFP-markiertes Lamin-B1 exprimieren (AICS-0013). Die Aufzeichnung des Nachtexperiments erfolgte über fast 8 Stunden, wobei alle 1,5 Minuten ein Volumen abgebildet wurde. Zellen, die eine Mitose durchlaufen, können über die gesamte Dauer beobachtet werden. In den meisten Zellen kann die Bildung und Dynamik von Kerninvaginationen über den gesamten Zellzyklus deutlich beobachtet werden.

Eine schonende Beleuchtung ist für das Imaging der Mitose entscheidend, da dieser Prozess extrem empfindlich und lichtempfindlich ist. Um die Replikation geschädigter DNA zu verhindern, stoppen die Zellen die Mitose, sobald eine Schädigung durch Anregungslicht vorliegt. Um mitotische Ereignisse über längere Zeiträume abbilden zu können, ist die schonende Bildgebung des Lattice Lightsheet 7 und ein äußerst stabiles System erforderlich. Das schnelle volumetrische Imaging in Kombination mit der nahezu isotropen Auflösung ermöglichen es, die Probe aus jedem Winkel zu betrachten und jedes Detail einzigartiger subzellulärer Strukturen zu untersuchen. Das ZEISS Lattice Lightsheet 7 ist das ideale Gerät für anspruchsvolle Experimente wie dieses. Anwendungen, die vorher als unmöglich galten, werden möglich – und dank der hohen Benutzerfreundlichkeit gilt dies auch für Ihre Forschung.

Subzelluläre Dynamik bei höchster Volumengeschwindigkeit

 

COS-7-Zellen, transient transfiziert mit mEmerald-Calnexin und EB3-tdTomato. EB3 markiert die wachsenden Enden der Mikrotubuli und ist für die Regulation der Mikrotubuli-Dynamik erforderlich. Calnexin ist ein Protein des ER, in dem die Proteine synthetisiert werden. Die Zellen wurden 1,5 Stunden lang alle 80 Sekunden abgebildet; abgebildetes Volumen: 175 × 120 × 70 μm³.

 

Zeitrafferfilm, der die Dynamik einer U2OS-Zelle zeigt, die stabil Actin-GFP exprimiert (Zytoskelett, cyan). Die Zellen wurden außerdem mit MitoTracker™ Red CMXRos (Mitochondrien, grün) und Draq 5 (Nukleus, magenta) markiert.

 

Mit mEmerald-TOMM20 und tdTomato-Calreticulin transient transfizierte COS-7-Zelle. TOMM20 markiert die äußere Membran der Mitochondrien; Calreticulin ist ein Protein des ER, in dem die Proteine synthetisiert werden. Beides sind extrem empfindliche und lichtempfindliche Organellen, die mittels herkömmlicher Methoden nur schwer abzubilden sind. Ein Volumen alle 30 Sek., 1 Std. 15 Min. lang abgebildet, abgebildetes Volumen: 175 × 210 × 20 μm3. Insgesamt wurden 85.800 Bilder aufgezeichnet; 572 Volumenebenen für 150 Zeitpunkte.

 

COS-7-Zelle exprimiert Lifeact-GFP. Maximumintensitätsprojektion. Die Zelle wurde 9 Std. lang konstant abgebildet; ein Volumen (115 × 60 × 25 μm³) alle 10 Sekunden. Insgesamt wurden 1.005.000 Bilder aufgezeichnet; 201 Volumenebenen für 5.000 Zeitpunkte.

 
 

Mit mEmerald-Rab5a und tdTomato-Golgi-7 transient transfizierte COS-7-Zelle. Golgi-7 ist ein Protein, das mit dem Golgi und den Golgi-Vesikeln assoziiert ist. Rab5a ist ein früher Endosomenmarker. Das Tracking von Vesikeln in 3D mit nahezu isotroper Auflösung wird Realität. Die Rückverfolgung wurde in arivis Vision4D® durchgeführt.

 

T-Zelle exprimiert Lifeact-GFP. Farbcodierte Tiefenprojektion und Maximumintensitätsprojektion im direkten Vergleich. Die T-Zelle wurde über 1 Stunde lang konstant abgebildet; ein Volumen alle 2,5 Sekunden. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von M. Fritzsche, University of Oxford, Großbritannien.

Entwicklung des Lebens in frühen Stadien | Eizellen

 

Fixierte Eizellen aus Keimbläschen der Maus, Färbung der Kernhülle (Anti-Lamin, cyan), Aktin (Phalloidin, magenta) und Mikrotubuli (Anti-Tubulin, gelb). Das Sinc3 15 × 650 Gitterlichtblatt wurde für das hochauflösende Imaging von Mikrotubuli- und Aktinstrukturen verwendet. Folgen Sie der 3D-Struktur der Mikrotubuli im Film. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von C. So, MPI Göttingen, Deutschland.

 

Fixierte Eizellen aus Keimbläschen der Maus, Färbung der Kernhülle (Anti-Lamin, cyan), Aktin (Phalloidin, magenta) und Mikrotubuli (Anti-Tubulin, gelb). Das Sinc3 100 × 1.800 Gitterlichtblatt wurde für das Imaging der gesamten Eizelle verwendet. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von C. So, MPI Göttingen, Deutschland.

 

Lebende Maus-Eizellen, arretiert in der Metaphase II und Färbung der Mitochondrien (cyan), Mikrotubuli (magenta) und Chromosomen (gelb). Probe: Mit freundlicher Genehmigung von C. So, MPI Göttingen, Deutschland.

Die Entwicklung des Lebens kleiner, sich entwickelnder Organismen | Zebrafisch

 

Zebrafisch-Embryo mit transgenem DeltaD-YFP (Liao et al. 2016, Nature Communications). Fusionsprotein angetrieben durch ein Transgen, das die endogenen regulatorischen Regionen enthält, Expression in der Schwanzknospe und dem präsomitischen Mesoderm. Das Signal ist im Zellkortex und in den Pünktchen sichtbar, die den Transportvesikeln entsprechen (grün). Zellkerne in magenta. Der Embryo wurde 5 Minuten lang konstant abgebildet; ein Volumen (150 × 50 × 90 μm3) alle 8 Sekunden. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von Prof. Andrew Oates, EPFL, Schweiz.

 

Hochgeschwindigkeitsfilm eines Zebrafisch-Embryos. Volumetrisches Imaging von transportierenden mRNA-Molekülen (grün). Zellkerne werden in magenta dargestellt. Die Daten werden als Maximumintensitätsprojektion angezeigt. Alle 2,5 Sek. wurde ein Volumen (86 × 80 × 12 μm3) aufgezeichnet. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von Prof. Andrew Oates, EPFL, Schweiz.

 

Transportierende mRNA-Moleküle wurden in arivis Vision4D® verfolgt. Die Bewegung des Zebrafisch-Embryos wurde zunächst anhand einer Zellkern-Referenzspur korrigiert. Anschließend wurden einzelne mRNA-Moleküle im Zeitverlauf verfolgt, um Statistiken wie Geschwindigkeit und Richtungsabhängigkeit zu erhalten. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von Prof. Andrew Oates, EPFL, Schweiz.

Die Entwicklung des Lebens kleiner, sich entwickelnder Organismen | C. elegans-Embryonen

 

C. elegans-Embryo mit eingefärbten Zellkernen. Der Film zeigt eine farbkodierte Tiefenprojektion des Embryos. Der Embryo wurde mehr als 10 Minuten lang konstant abgebildet; ein Volumen alle 700 ms. Abgebildetes Volumen: 115 × 50 × 30 μm³. Insgesamt wurden 101.000 Bilder aufgezeichnet; 101 Volumenebenen für 1000 Zeitpunkte. Kundenprobe.

 

C. elegans-Embryo mit eingefärbten Zellkernen. Der Film zeigt eine farbkodierte Tiefenprojektion des Embryos. Der Embryo wurde mehr als 19 Stunden lang alle 5 Minuten abgebildet und kann dabei beobachtet werden, wie er seinen normalen Schlaf-Wach-Zyklus durchläuft. Abgebildetes Volumen: 115 × 50 × 30 μm³. Insgesamt wurden 23.836 Bilder aufgezeichnet; 101 Volumenebenen für 236 Zeitpunkte. Kundenprobe.

 

C. elegans-Embryo im späten Bohnenstadium (ca. 400 min nach der Befruchtung) mit ca. 560 Zellkernen, die mit HIS-58::mCherry (magenta) und Zentriolen, die mit GFP::SAS-7 (grün) markiert sind. Mitosierende Zellen zeigen ein kondensiertes Signal von HIS-58::mCherry und Zentriolen an den Spindelpolen. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von N. Kalbfuss, Göncy Lab EPFL, Schweiz.

Heranreifendes Leben kleiner, sich entwickelnder Organismen | Drosophila-Embryo

 
 

Drosophila melanogaster ist in vielen Forschungsbereichen wie der biomedizinischen Forschung ein Modellorganismus. Den Forschern stehen zahlreiche gentechnisch veränderte Varianten zur Verfügung. Dieses Video zeigt die Entwicklung eines Drosophila-Embryo mit GFP-Markierung. Insgesamt wurden 91.100 Bilder, 911 Volumenebenen und 100 Zeitpunkte aufgezeichnet. Ein Volumen alle 15 Sekunden; Imaging-Dauer 25 min, Imaging-Volumen: 300 × 455 × 145 μm3.

Entwicklung von 3D-Zellmodellen

 

Sphäroide und Organoide sind In-vitro-Modelle von Organen – viel kleiner und einfacher, aber einfach herzustellen und damit für Entwicklungsbiologen ein unschätzbares Instrument für die Untersuchung der Organentwicklung. Im Gegensatz zu Zellkulturen, die in der Regel nur aus einer Monoschicht von Zellen bestehen, bilden Zellen in sphäroiden/organoiden dreidimensionale Strukturen, die die Untersuchung von Zellmigration und -differenzierung in 3D-Zellmodellen ermöglichen. Mit der Gitterlichtblattmikroskopie wird das Imaging der Entwicklung und Selbstorganisation von Organoiden Realität. Hier sehen wir eine 3D-Darstellung eines Sphäroids bestehend aus Zellen, die H2B-mCherry (cyan) und α-Tubulin-mEGFP (magenta) exprimieren. Nicht jede Zelle ist markiert.

Entwicklung von Pflanzen und Pflanzensamen | Pollenkorn & Pollenschlauch

 

Beobachten Sie die mitochondriale Dynamik im Inneren des Pollenschlauchs. Die Mitochondrien bewegen sich an den Rändern zur Spitze hin und in der Mitte der Röhre zurück. Während des Transports fusionieren und teilen sich die Mitochondrien ständig für Reparaturprozesse und zur Teilung und Verteilung biologischer Moleküle. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von R. Whan, UNSW, Sydney, Australien.

 

Pollenschlauch – Färbung der Mitochondrien (MitoTracker Green, grün) und Lysosomen (Lysotracker Red, rot). Beobachten Sie, wie sich der Pollenschlauch aus dem Riss im Pollenkorn ausdehnt (sichtbar durch seine Autofluoreszenz). Die Mitochondrien dringen nicht ganz bis zur Spitze des Pollenschlauches vor, sondern halten einige Mikrometer vor der Spitze an. Das Rendering des Datensatzes erfolgte in arivis Vision4D®.Probe: Mit freundlicher Genehmigung von R. Whan, UNSW, Sydney, Australien.


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ZEISS Lattice Lightsheet 7

Long-term Volumetric Imaging of Living Cells

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